Polihidroxibutirato Sintasa (PhaC), ¿el nuevo salvavidas ecológico?

escrito por celiycintia_1C | 31 marzo, 2023

Realizado por: Cintia Merino Piñón y Celia Juara Díaz (1ºC Biología Sanitaria – UAH)

Ya por 1862, de la mano de Estados Unidos, encontramos los primeros tipos de plástico que se empezaron a emplear. Estos consisten básicamente en polímeros formados a partir de largas cadenas moleculares obtenidas del petróleo. Desde sus inicios, todo apuntaba al éxito que tendrían, y al cambio radical que significaría para el humano y la producción mundial, a causa de sus múltiples usos y rentabilidad económica.

Pese a todo, con el tiempo hemos podido observar que el uso excesivo y los problemas que acarrea su mala degradación, nos han llevado a consecuencias tales como: la liberación masiva de CO2, la acumulación de miles de toneladas de plástico en muchos puntos del planeta, etc. Desgraciadamente, todo apunta a que la situación se agravará con los años si seguimos así, al no disponer de una opción más sostenible. 

Es en este punto, donde entra en juego la ciencia, presentando ante el mundo a las “bacterias capaces de sintetizar plástico biodegradable”, Cupriavidus necator, Pseudomonas putida, Bacillus bataviensis, Allochromatium vinosum… las posibles soluciones.

¿QUÉ ES LA POLIHIDROXIBUTIRATO SINTASA (PhaC)?

En el transcurso de la investigación, iniciada en la década de los 80, en busca de una alternativa sostenible al plástico tradicional, centraron su atención en los “polihidroxialcanoatos (PHA)”. Estos son biopoliésteres sintetizados de forma intracelular por algunos microorganismos, utilizados como reserva de carbono y energía, al igual que ocurre con el glucógeno en animales y hongos.

Cupriavidus necator, también conocida como “Ralstonia eutropha” (perteneciente a la familia de las Burkholdariaceae), es una bacteria muy versátil, localizada en suelos y aguas, con capacidad para convertirse en una solución muy efectiva al problema del plástico. Se trata de una bacteria flagelada de forma alargada, gram negativa, con libertad de movimiento. Dependiendo de las condiciones ambientales, presentaría un metabolismo heterótrofo, o autolitotrofo.

Fig.1: Bacterias de la especie Cupriavidus necator y sus visibles gránulos de plástico en el interior de la bacteria. Imagen obtenida de: https://www.researchgate.net/publication/231182767_Whey_Lactose_as_a_Raw_Material_for_Microbial_Production_of_Biodegradable_Polyesters
 DOI: 10.5772/48737
Fig.2: Cupriavidus necator con polihidroxibutirato (PHB) contenido en gránulos en su interior. Imagen obtenida de: https://www.cell.com/trends/biotechnology/fulltext/S0167-7799%2821%2900007-X
DOI: https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2021.01.001

La síntesis de polihidroxibutirato (PHB), no sería posible sin la polihidroxibutirato sintasa (Pha C), responsable de la catálisis del proceso. Este grupo de enzimas presentes en muchos microorganismos sintetizadores de bioplásticos, se divide en 4 tipos distintos que difieren en su especificidad y la composición de sus subunidades (aunque todas ellas comparten el mismo mecanismo de acción y un centro activo similar al de las lipasas).

Fig.3: La enzima polihidroxibutirato sintasa (PhaC), responsable de la síntesis del plástico. Imagen creada con ChimeraX a partir de PDB 5t6o.

Tipos I y III

Los tipos I y III, los más estudiados hasta el momento, comparten esa especificidad por el HB como sustrato a la hora de sintetizar PHAs. El tipo I (Cupriavidus necator), se constituye únicamente de una cadena de polipéptidos de 589 residuos en total (una única subunidad, PhaC). Posee un dominio N-terminal (191 residuos) con funciones desconocidas por el momento, y un dominio C-terminal (398 residuos) encargado de la catálisis. Dicho dominio catalítico, se compone de una zona central de láminas-β, rodeada a ambos lados por α-hélices (aspecto que recuerda al centro activo de las lipasas, de ahí su parecido con esta enzima). No obstante, su conformación activa es un dímero, con sus dominios catalíticos enfrentados, que presenta una mayor actividad catalítica. El responsable de la dimerización, es un dominio helicoidal que se aleja del núcleo de la proteína, del que parte un bucle desordenado de 66 residuos que se integra a otra cadena polipeptídica, formando el dímero. 

Por otra parte, el tipo III estaría compuesto de dos subunidades distintas formando un tetrámero: la PhaC (40-53 kD), responsable de la catálisis; y la PhaE (alrededor de 20-40 kD). Ejemplos de microorganismos que contienen este tipo de enzima son: Chromatium vinosum y Allochromatium vinosum.

Tipos II y IV

El tipo IV comparte una gran similitud con el tipo III: ambos son un dímero con dos subunidades distintas, aunque en lugar de PhaE como subunidad, este tipo tiene la PhaR (22kD). Esta variedad de polihidroxibutirato sintasa es propia de bacterias como: Bacillus cereus o B. bataviensis.

El tipo II está presente en muchos tipos de bacterias en la naturaleza, tales como Pseudomonas putida. Sería muy parecido al primer tipo, salvo que su dominio C-terminal presenta una secuencia más corta, y el sustrato sobre el que actúa cambia, existiendo variantes del tipo II con gran afinidad por el hidroxihexanoato (P. oleovorans).

Cabe destacar que a pesar de todas estas diferencias, todas las PhaC sintasas son enormemente similares entre ellas, presentando secuencias homólogas a las del primer tipo, en sus dominios catalíticos.

Fig.4: Diagrama a modo de resumen de los distintos tipos de PhaC y sus características.

Otras enzimas

Por otro lado, la PhaC no es la única enzima que participa en la formación del bioplástico. Existen otras enzimas que desempeñan sus funciones durante la biosíntesis para formar los monómeros que componen el polímero.

Centrándonos en la Cupriavidus necator, la beta ketotiolasa (PhaA), es la enzima que inicia todo el proceso, al ser la encargada de comenzar la síntesis del hidroxibutirato. Esta transferasa, consiste en un tetrámero, de subunidades dimerizadas. 

Finalmente, la síntesis de los monómeros termina tras la intervención de la acetoacetil CoA reductasa (PhaB), una oxidorreductasa que emplea NADH para reducir el acetoacetil CoA, obteniéndose el hidroxibutirato. Desgraciadamente, con respecto a su estructura tridimensional, a día de hoy sigue sin disponerse de suficiente información de los dominios que participan en la actividad de la enzimática. Aunque se cree que su estructura primaría es muy similar a una enzima que participa en la síntesis de ácidos grasos, la FabG.

Fig.6: Enzima PhaB (acetoacetil-CoA reductasa). Imagen creada con ChimeraX a partir de PDB 3vzs.
Fig.5: Enzima Pha A (beta-ketiolasa). Imagen creada con ChimeraX a partir de PDB 4o9c.

ESTRUCTURA Y FUNCIONAMIENTO

El polihidroxibutirato, sintetizado por la bacteria Cupriavidus necator, es un polihidroxialcanoato de cadena corta, formado por la adición sucesiva de “n” unidades de hidroxibutirato. La biosíntesis comienza con el acetil-CoA, que puede provenir del metabolismo de carbohidratos, ácidos grasos e incluso proteínas, aunque la ruta más estudiada es la que comienza con los carbohidratos. La molécula de acetil-CoA es transferida, gracias a la enzima PhaA, a otro acetil-CoA, formándose acetoacetil-CoA.

Fig.7: Proceso metabólico del PHB por la bacteria Cupriavidus necator. Imagen obtenida de: https://journals.asm.org/doi/10.1128/AEM.01458-21
DOI:  https://doi.org/10.1128/AEM.01458-21
Fig.8: Proceso metabólico para la síntesis de PHB y enzimas que lo llevan a cabo. Imagen obtenida de:https://pubs.acs.org/doi/10.1021/acs.chemrev.6b00804
DOI: https://doi.org/10.1021/acs.chemrev.6b00804

En el siguiente paso consecutivo, la enzima PhaB reduce la molécula a hidroxibutirato, empleando para ello NADH como cofactor. Una vez obtenido el HB, comienza la formación del PHB, catalizada por la enzima PhaC.

Enfocándonos, en el mecanismo de acción y la estructura de su dominio catalítico, diversas investigaciones bioquímicas llevaron a cabo la cristalización de esta enzima con el fin de estudiarlos. Con respecto al experimento, la estructura cristalizada presentaba una mutación: la cisteína del centro activo fue sustituida por alanina (Fig.10), otorgándole mayor estabilidad. En cuanto a la actividad enzimática de PhaC, se teorizaba que su funcionamiento era similar al de una lipasa, sintetizando el PHB de forma similar a los ácidos grasos. Ahora bien, actualmente el mecanismo de acción más aceptado consiste en un único sitio activo, porque la distancia que existe entre los dos centros activos del dímero (unos 33 Å) haría imposible el intercambio del bioplástico en proceso de ser sintetizado entre ambos. 

Fig.9: Centro activo de PhaC (Cupriavidus necator) visto desde fuera. Imagen creada con ChimeraX a partir de PDB 5t6o.

Los residuos que forman parte del centro activo de esta curiosa enzima son: Cys319, His508 y Asp480 (Fig.9). Estos se encuentran alojados en una cavidad situada a unos 10Å de la superficie proteica. La alanina del centro activo está localizada en lo que se conoce como “codo nucleófilo”, es decir, se halla entre una lámina beta y una alfa hélice. A su alrededor observamos un bucle, donde se ubica la histidina, separada por 3,5 Å de la alanina (cisteína en la enzima sin mutación) en la estructura cristalizada estudiada. Por último, el aspartato del centro activo se localiza justo detrás de la histidina, en otro bucle. 

Fig.10: Centro activo de la enzima cristalizada, con Cys sustituida por Ala. Imagen creada con ChimeraX a partir de PDB 5t6o.

La entrada de los monómeros al centro activo de la enzima pudo observarse claramente gracias a un análisis esta estructura con un software, CAVER . Esta, consiste en un canal que accede directamente a una cavidad llena de agua en el interior de la proteína (contigua al centro activo) desde la superficie. Con unos 18 Å de longitud, este canal permite el acceso de la mitad de la molécula de HB al centro activo. Dos residuos de arginina, uno de cada monómero, están muy próximos a la apertura del canal, y su unión con el grupo CoA (del HB), es la causa del aumento de la actividad enzimática del dímero.

Fig.11: Ubicación de la entrada del canal propuesto. Imagen creada con ChimeraX a partir de PDB 5t6o.

La formación del polímero comienza con la histidina (His 508) del centro activo, que se encargaría de desprotonar el tiol de la cisteína (Cys 319), mutada en alanina, gracias a la escasa distancia que las separa. De esta forma, se puede producir un enlace covalente entre la cisteína desprotonada y el primer monómero de HB de la cadena, creando una unión estable entre residuo y monómero. Es entonces cuando entra en acción el residuo de aspartato (Asp 480)  que, debido al puente de hidrógeno con la His 508, participa de forma indirecta en la desprotonación de los monómeros de la cadena que se van añadiendo. La adición de un segundo monómero al “plástico” naciente requiere la correcta orientación del HB (unido covalentemente a la Cys 319), que se produce gracias a la naturaleza del propio enlace que los une, un enlace plano. En ese momento, a una distancia estimada de 2.8Å, se produce el ataque nucleofílico por parte de HB-Cys 319 a la nueva unidad en adición. Tras la incorporación de sucesivas unidades de HB obtendremos nuestro polímero de forma helicoidal levógira. Este será acumulado en forma de gránulos de tamaño considerable, 80 veces más pesados que el propio peso en seco del microorganismo.

En el modelo cristalizado y empleando de nuevo la herramienta CAVER se teorizó que la salida de esta cadena naciente tendría lugar por un canal compuesto por residuos hidrofóbicos, que se alejan en dirección a la superficie de la PhaC, hacia una cavidad aledaña al residuo N-terminal de la proteína y un residuo de aspartato, que participaría en la terminación de la cadena de PHA.

Para permitir el paso de este polímero por el canal de salida se cree que hay unos dominios conservados, dispuestos en las cercanías del canal, llevando a cabo una redistribución de esos aminoácidos hidrofóbicos que lo conforman, ensanchándolo hasta lograr el tamaño adecuado para el polímero.

Con objeto de emplear el carbono almacenado, la bacteria usa una enzima capaz de hidrolizar el PHB, la polihidroxibutirato polimerasa. Esta hidrolasa estudiada a través de una estructura cristalina purificada obtenida de P. funiculosum, nos muestra que se compone por un único dominio, con un plegamiento alfa/beta formado por 8 láminas beta: 7 de ellas paralelas y la restante antiparalela, todas ellas rodeadas por alfa hélices. Su dominio catalítico lo forman Ser39, Asp121, y  His155, residuos que se encuentran preservados en su dominio catalítico. 

Cabe destacar que existen depolimerasas que poseen también la capacidad de degradar plástico extracelular, que no haya sintetizado la bacteria. En este caso la enzima presenta tres dominios esenciales: catalítico, enlazante y de unión al sustrato. Esta se encarga de romper en pequeñas unidades el bioplástico, gracias a la serina de su centro activo, de forma similar a como actúa la tripsina. En el caso de Cupriavidus necator, los monómeros resultantes de la hidrólisis son moléculas de HB, que la bacteria oxida a acetoacetato por medio de una deshidrogenasa, y posteriormente convierte en acetil-CoA (del que obtendrá energía incorporándolo a distintas vías metabólicas).

Fig.12: polihidroxibutirato depolimerasa presente en Cupriavidus necator. Imagen creada con ChimeraX a partir de PDB 2d81.

POLIHIDROXIALCANOATOS Y SU PRODUCCIÓN INDUSTRIAL

Dado que tenemos un amplio abanico de bacterias capaces de producir PHB, las técnicas y sistemas de cultivo son igualmente variados. Todas ellas pueden dividirse en dos grupos, dependiendo de las condiciones que necesitan para producir los PHAs. El primer grupo, donde encontramos a Cupriavidus necator, lo forman microorganismos que necesitan que precisan escasez de nutrientes y alta disponibilidad de carbono. Con respecto al segundo grupo, este no necesita de una situación de escasez, ya que son capaces de acumularlo en grandes cantidades durante su etapa de crecimiento.

GRUPO 1: Limitación de nutrientes

Para realizar un cultivo con las bacterias del primer grupo necesitamos un proceso dividido en 2 etapas: la primera de ellas tiene como objetivo obtener la biomasa necesaria para la producción, por lo que no existe limitación de nutrientes; la segunda etapa comienza una vez alcanzada la biomasa requerida, alguno de los nutrientes esenciales está limitado, promoviendo que las bacterias sinteticen el polímero (lo acumulan en gran cantidad formando esos gránulos tan llamativos).

GRUPO 2: Sin limitación de nutrientes

En el segundo grupo la estrategia que se sigue para obtener el bioplástico consiste en una única etapa, sin limitación de nutrientes. Los microorganismos disponen de ellos en grandes cantidades en el medio de cultivo, lo que les permite mejorar su rendimiento y aumentar de tamaño.

Obtención, proceso industrial

Una de las primeras empresas en tratar de producir el bioplástico en masa fue ICI, una empresa inglesa. Para el proceso de producción finalmente se decidieron por Cupriavidus necator, que lo sintetiza en dos etapas. El cultivo tiene a su disposición glucosa y fosfato limitado, suficiente para alcanzar una biomasa considerable y pasar a la segunda etapa, en la que las bacterias comienzan a almacenar el bioplástico. A la hora de recuperar el polímero empleamos metanol caliente para retirar los restos celulares (lípidos, fosfolípidos, etc.), y se extrae el PHB con cloroformo o cloruro de metileno. Por último, se filtra la mezcla, se enfría y precipita, luego es secada al vacío. 

Tras diversas pruebas, finalmente se determinó que para obtener 1g de PHB con la cepa de la bacteria empleada, eran necesarios 3g de glucosa para permitir su desarrollo y proporcionarle la fuente de carbono para formar el plástico.

Una propiedad muy importante, a parte de su relativamente sencillo proceso de obtención, es el hecho de que es un plástico completamente biodegradable. A pesar de la gran cantidad de monómeros posibles capaces de conformar los polihidroxialcanoatos, existen diversas bacterias, e incluso hongos, capaces de degradarlos bajo cualquier condición y sin generar ningún tipo de residuo tras el proceso. Mediante las reacciones de hidrólisis citadas anteriormente en las que participan las PHB depolimerasas de esos microorganismos, se produce la ruptura del bioplástico (que se emplea como fuente de energía dentro de la bacteria descomponedora). Este proceso tiene lugar a una velocidad considerable, que depende de diversos factores (pH, temperatura, dimensión del polímero, etc.).

¿NOS AGUARDA UN FUTURO CON ELLOS?

A día de hoy, tener a nuestra disposición este polímero totalmente biodegradable y que no genera residuos con su producción, nos permitiría llevar un estilo de vida mucho menos dañino para el planeta, puesto que todos aquellos problemas que encontramos con la producción y degradación de los plásticos tradicionales desaparecerían.

Presentan muchas aplicaciones y gracias a sus diversas propiedades pueden ser utilizados en campos muy diversos, como en: farmacia, industria, agricultura, medicina o incluso como materias primas. Es por ello, que tratamos de producirlo en masa y de la forma más económica posible, intentando buscar microorganismos capaces de producirlos, empleando para ello residuos de las propias industrias en algunos casos, como sustrato en el proceso de síntesis. “Biocycle”, una empresa brasileña, es una de las que empleó los residuos de su propia producción como sustrato, en el año 2001. 

Actualmente los científicos investigan a fondo la estructura molecular de la PhaC, enzima sin la cual este proceso no tendría lugar, con el fin de conseguir modificar molecularmente el bioplástico para otorgarle funciones mucho más específicas y amplias. Y aunque queda un largo camino por recorrer en cuanto a la investigación sobre estos aspectos, los PHAs nos acercarían un paso más hacia una sociedad sostenible, en la que los residuos generados sean mínimos y lo menos contaminantes posibles. Desgraciadamente, por el momento, se sigue sin poder hacer competencia al plástico tradicional, sobre todo en el ámbito económico.

Fig.13: Diferentes posibilidades que nos ofrece el empleo de bacterias para la síntesis de PHA. Imagen obtenida de: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC7137286/
DOI:  10.1186/s12934-020-01342-z

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MALATO DESHIDROGENASA ¿LANZADERAS DE ENERGÍA?

escrito por mariaylucia_1A | 31 marzo, 2023

AUTORES: LUCÍA ALAMÁN TARDÁGUILA Y MARÍA CELEMÍN FLOX

La malato deshidrogenasa es una enzima de la familia de las oxidorreductasas, por tanto cataliza la transferencia de electrones desde una molécula donante a otra aceptora.

El gen de malato deshidrogenasa está regulado para adaptarse a un crecimiento celular tanto anaeróbico como aeróbico dependiendo del sustrato de carbono al que se une. La expresión de está enzima ha variado varias veces a lo largo de la evolución dando lugar a diferentes isoenzimas que participan en condiciones aeróbicas y anaeróbicas. 

Los organismos procariotas tienen una única forma de esta enzima mientras que los eucariotas presentan dos isoformas (una en el citoplasma y otra en la mitocondria, exactamente en la matriz mitocondrial). Además, en los vegetales encontramos una isoforma adicional de malato deshidrogenasa, que participará en procesos esenciales como la fotosíntesis C4, el ciclo de Calvin y procesos de absorción del CO2 atmosférico.

Las distintas funciones biológicas de esta enzima dependen de cada isoforma: la malato deshidrogenasa que se encuentra en la matriz mitocondrial o MDH2  participa en la vía del ácido cítrico, también llamada ciclo de Krebs en la conversión de oxalacetato a malato. Esta reacción es reversible por lo que también tiene lugar en el otro sentido, sin embargo en un sentido se lleva a cabo por la MDH2 (de malato a oxalacetato) y la reacción en el otro sentido se lleva a cabo por la MDH citoplásmica.

Además, para llevar a cabo esta transformación utiliza NAD+ como aceptor de electrones y participa en el transporte de electrones del citosol a la mitocondria a través de un sistema denominado lanzadera malato-aspartato.

Imagen creada por ChimeraX

En la estructura de la malato deshidrogenasa se puede observar una alternancia entre alfas hélice y láminas beta. Cada subunidad está formada por dos dominios estructurales y funcionalmente distintos: el primero está formado por láminas beta paralelas dispuestas formando un plegamiento de Rossmann, que a su vez constituye un dominio de unión a la molécula NAD; el segundo es un dominio carboxi-terminal en el que se encuentra el sitio de unión del sustrato.

Las distintas subunidades se encuentran unidas mediante las distintas fuerzas intermoleculares como puentes de hidrógeno y la interacción hidrófoba. Además, la malato deshidrogenasa sufre un cambio conformacional, de una conformación abierta a una cerrada mejorando la catálisis de malato deshidrogenasa ya que de esta manera se protege al sustrato. 

Foto creada por ChimeraX: estructura de la malato deshidrogenasa

FUNCIÓN DE LA MALATO DESHIDROGENASA CLOROPLASMÁTICA

La conversión de malato a oxalacetato es importante en las plantas, ya que aparece durante el ciclo de Calvin y la fotosíntesis C4 que consiste en la fijación de cuatro carbonos y separan en las dos células que tienen la superficie basal (célula del mesófilo y célula de la vaina) el proceso de la fotosíntesis.

Este proceso ocurre en el cloroplasto de una célula mesófila y se inicia cuando las plantas C4 forman fosfoenolpiruvato gracias a la fosfoenolpiruvato carboxilasa y lo convierten en oxalacetato, una molécula que tiene cuatro carbonos, que gracias a la MDH1 es reducido a malato, es decir, el NADH+ unido a la enzima se reduce y se convierte en NAD por lo que la malato recupera sus hidrógenos. Es necesario la conversión a malato ya que tiene la capacidad de pasar a las células de la vaina para que se produzca el ciclo de Calvin en estas células.

Imagen creada por BioRender : mecanismo MDH en vegetales

MALATO DESHIDROGENASA MITOCONDRIAL, MDH2 

La primera función de la malato deshidrogenasa mitocondrial es la participación de esta enzima en la vía de ácido cítrico, también conocido como Ciclo de Krebs, que tiene lugar en la matriz mitocondrial. 

Esta enzima lleva a cabo el último paso del ciclo de Krebs que consiste en la catálisis de la conversión de malato a oxalacetato. 

La proteína lleva a cabo esta reacción gracias a que una molécula de NAD se une a la enzima, y los hidrógenos del tercer carbono de la molécula de malato son captados por el NAD para formar NADH+. Para que la molécula de carbono que ha perdido los hidrógeno complete el octeto, se debe añadir un doble enlace con el oxígeno pasando de esta manera de malato a oxalacetato.

Imagen creado por BioRender

Además, como hemos mencionado anteriormente, la reacción de malato a oxalacetato es una reacción reversible que se puede llevar a cabo de oxalacetato a malato, pero esta reacción es catalizada por la malato deshidrogenasa citosólica. 

ACCIÓN CONJUNTA DE LAS DOS ISOFORMAS DE LA MALATO DESHIDROGENASA , MDH1 Y MDH2 

La malato deshidrogenasa tiene un papel fundamental en el transporte de electrones desde el citosol a la mitocondria, ya que constituye la lanzadera malato-aspartato.

Esta es esencialmente relevante en órganos como corazón, hígado o riñón y su función se basa principalmente en la translocación de electrones producidos en la glucólisis (citosol), que resultan de la reducción de la coenzima NADH, hasta la mitocondria, concretamente en su membrana interna. Por tanto, observamos el importante papel de esta enzima en la fosforilación oxidativa, esencial para la obtención de ATP en las células.

Por otra parte, como hemos mencionado, el mecanismo de esta lanzadera puede actuar en ambos sentidos, es un proceso reversible. Esto permite que se pueda adaptar y cambiar de dirección según las necesidades metabólicas de la célula. Cuando la lanzadera actúa de forma inversa, es decir, libera el oxalacetato de la mitocondria al citosol y por tanto se utiliza NADH mitocondrial y se genera NADH en el citosol.

En el mecanismo de la lanzadera malato – aspartato intervienen dos transportadores de membrana: transportador malato-α-cetoglutarato o transportador de dicarboxilato (SLC25A11) y transportador de glutamato-aspartato (SLC25A12 /  SLC25A13). Ambos son transportadores antiportes, es decir, introduce una sustancia mientras elimina otra, y se localizan en la membrana mitocondrial interna.

Además, intervienen cuatro enzimas: 2 unidades de malato deshidrogenasa, una citosólica (MDH1) y otra mitocondrial (MDH2) ; y dos unidades de aspartato transaminasa, uno citosólico y otro mitocondrial. Esta última también se denomina glutamato- transaminasa (GOT).

Pasaremos a explicar su mecanismo:

En el proceso de glucólisis, que tiene lugar en el citoplasma, resultan dos moléculas de NADH. Estas proporcionarán energía para producir ATP y, para ello, sus electrones deberán pasar a la matriz mitocondrial.

La MDH citosólica junto al NADH reduce el oxalacetato a malato y este último es transportado a la matriz de la mitocondria intercambiado por alfa-cetoglutarato (antiporte). Una vez en la matriz, actúa la MDH mitocondrial reduciendo NAD A NADH, provocando la conversión de malato a oxalacetato.

El oxalacetato, como hemos mencionado previamente, no podrá atravesar la membrana interna ya que no existe un transportador para ello, por tanto, la enzima aspartato transaminasa (AST mitocondrial) convierte al oxalacetato en aspartato. También convierte el glutamato en alfa-cetoglutarato.

El alfa cetoglutarato sale al citosol intercambiado por malato, mientras que el aspartato sale intercambiado por el glutamato. Finalmente, el alfa-cetoglutarato es convertido en glutamato y el aspartato a oxalacetato(AST citosólica) de nuevo.

Esquema lanzadera malato – aspartato. Autor: Angel Herráez (biomodel.uah.es)

En primer lugar, la consecuencia directa principal que implicaría un funcionamiento incorrecto de la malato deshidrogenasa es que genera un fallo en el ciclo de Krebs, impidiendo la regeneración del oxalacetato de nuevo, por lo que no se combinaría con el acetil-CoA y no se liberaría el CO2. Esta enzima también genera poder reductor (NADH) que resulta fundamental como “moneda energética” en todos los procesos celulares del organismo.

Además, un mal funcionamiento de esta enzima se traduce directamente en un mecanismo erróneo de la lanzadera malato – deshidrogenasa, por lo que el transporte de electrones del NADH al citosol no se daría correctamente. 

Todo esto influye por tanto en el transporte de electrones que tiene lugar en la membrana interna: los electrones no llegarían al oxígeno (aceptor final) por lo que no se produciría la reducción y la liberación de H2O. De esta manera, si el transporte de electrones no es correcto, la fosforilación oxidativa se verá afectada, disminuyendo la proporción de ATP y ADP .

Tejidos como el cardíaco, el esquelético, el encéfalo, nervioso …. que requieren y demandan mucha energía, se verían particularmente afectados por defectos en esta enzima ya que repercute de manera directa o indirecta en la respiración celular.

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La importina: el GPS hacia el núcleo

escrito por Sara Vargas Jiménez | 31 marzo, 2023

Por Paula Rodríguez y Sara Vargas. Grado de Biología Sanitaria.

Introducción

En el interior de las células se realiza un tráfico constante de miles de moléculas y proteínas entre el núcleo y el citoplasma con el objetivo de realizar las numerosas tareas relacionadas con el genoma, como la reparación y el almacenamiento. Este es un proceso altamente regulado y selectivo llevado a cabo por unas proteínas flexibles capaces de reconocer secuencias y que median tanto la exportación como la importación. Los poros nucleares son las estructuras que conectan el núcleo y el citoplasma, y las importinas y exportinas (conocidas colectivamente como carioferinas) transportan moléculas de un lado a otro del poro.

En este artículo se va a tratar el papel de las importinas.

Papel biológico y su importancia

Las importinas son las proteínas encargadas del transporte entre el citoplasma de la célula y el núcleo. Este proceso se lleva a cabo a través de los complejos de los poros nucleares en un proceso llamado el ciclo de importación de proteínas nucleares. Se podría decir que la importina actúa como un GPS molecular, facilitando el transporte hacia el núcleo de unas proteínas específicas.

La importina es capaz de importar dichas moléculas gracias a secuencias de localización nuclear.

Es decir, como sería muy complejo crear una importina por cada tipo de proteína que haya que transportar al interior del núcleo, las proteínas con funciones nucleares tienen en su estructura una secuencia corta llamada señal de localización nuclear (NLS), que es reconocida por la importina y facilita el transporte de las proteínas a través de los poros nucleares hacia el núcleo. Estas secuencias no son idénticas en todas las proteínas que se importan, varían ligeramente, pero todas las variaciones pueden ser reconocidas por las importinas, y así les permite reconocer el tipo específico de molécula según esa secuencia.

Suelen ser secuencias de aminoácidos cortas formadas por grupos de residuos de carácter básico como lisinas y argininas. Que haya una mayor afinidad por la importina con la molécula depende de cada secuencia, y causa que ciertas moléculas entren al nucleoplasma con mayor facilidad.

Sin esta secuencia de localización nuclear, las proteínas no podrían ser reconocidas por las importinas y por tanto no podrían llegar a su destino nuclear ni llevar a cabo su función.

Estructura

Las importinas están formadas por un complejo compuesto por la importina-beta, importina-alfa y la carga. La importina-beta y la importina-alfa funcionan conjuntamente para transportar moléculas a través de proteínas del complejo del poro nuclear. Este complejo debe ingresar al núcleo donde la carga debe liberarse y las importinas deben reciclarse de regreso al citoplasma.

Si observamos la estructura de la importina, tanto la subunidad alfa como la beta se pliegan como un muelle que después se enrolla en una hélice. Es por ello que su estructura es todo alfa, es decir, está principalmente compuesta de hélices alfa. No se debe confundir el nombre de las subunidades con el tipo de estructura secundaria que presentan. Tiene sentido que esta proteína sea todo alfa ya que esta debe ser soluble y no crear precipitados. La estructura deja en el interior todas las uniones que sostienen la hélice.

Imagen obtenida a partir de PDB-101
Imagen que muestra el complejo importina-carga unidos por enlaces de la estructura terciaria.
Imagen obtenida a partir de PDB-101
Imagen que muestra la estructura secundaria de la importina unida a su carga. amarillo (subunidad beta), azul (subunidad alfa), verde (carga).
Imagen creada con Chimera X a partir de PDB 1qgk (importina beta), 1ee5 (importina alfa) y 1k5j (carga).
Observación de las alfa hélices.
Imagen creada con Chimera X a partir de PDB 1qgk (importina beta), 1ee5 (importina alfa) y 1k5j (carga)

Mecanismo de acción de la proteína

Las importinas transportan constantemente miles de proteínas diferentes desde el citoplasma al núcleo. El transporte a través del poro nuclear está determinado por un gradiente energético de unas moléculas llamadas Ran.

La proteína Ran, es la responsable de liberar la carga y crear direccionalidad en el transporte. Para ello, la proteína Ran se une a importina-beta y provoca un cambio significativo en la estructura, lo que lleva a la liberación de importina-alfa y la carga. Luego, el complejo de importina-beta y Ran viaja de regreso al citoplasma a través del poro.

En el proceso de la importación encontramos que en el citoplasma se crea el GDP y se une a las moléculas Ran creando el complejo Ran-GDP. Una vez que la molécula importada traspasa el poro entrando en el nucleoplasma, las Ran-GDP son rápidamente convertidas en Ran-GTP, manteniendo un gradiente RanGDP en el citoplasma y RanGTP en el núcleo y dejando a la importina-beta lista para transportar la siguiente proteína de carga al interior. El gradiente de las proteínas Ran a través del complejo del poro nuclear es esencial y asegura la dirección correcta del transporte.

Complejo formado por la importina beta y la proteína Ran.
Imagen creada con ChimeraX a partir de PDB  2bku.

En cambio, la importina-alfa no puede regresar al citoplasma por sí misma, por lo que la proteína CAS (factor de exportación nuclear) debe participar en el proceso. CAS es similar a importina-beta, pero se mueve a través del poro nuclear en la dirección opuesta. CAS se une a importina-alfa y Ran para sacarlos del núcleo. Por último, una escisión similar del GTP en Ran libera importina-alfa para poder estar disponible para transportar otra proteína de carga.

Complejo CAS (factor de exportación nuclear).
Imagen creada con ChimeraX a partir de PDB 1wa5.

Cuando la importina ya ha reconocido a la proteína por su secuencia de localización celular y se une a ella, lo denominamos complejo importina-carga.Las nucleoporinas (proteínas que componen los poros nucleares) interaccionan con la importina y utilizando el gradiente Ran mencionado para crear direccionalidad en el transporte. Una vez en el nucleoplasma, la presencia de altos niveles de Ran-GTP causa que el complejo importina-carga se destruya, liberando así la carga en el interior del núcleo.De esta manera, los complejos importina-carga que se han formado espontáneamente en el citoplasma, atraviesan el poro y son disgregados en importina más carga por las Ran-GTP del nucleoplasma. La importina después regresa a través de los poros de vuelta al citoplasma.

Autor de la imagen: Sara Vargas Jiménez
Proceso de la importación de la carga al núcleo por la importina y gradiente RanGTP y GDP
Autor de la imagen: Sara Vargas Jiménez

Implicaciones biomédicas y patologías asociadas a su mal funcionamiento

La actividad de las importinas está estrechamente relacionada con implicaciones biomédicas en los ámbitos de genética, bioquímica y biología molecular. Un mal funcionamiento del transporte entre el núcleo y el citoplasma puede influir en la aparición de muchas enfermedades y patologías asociadas a mutaciones o cambios en la estructura de la importina-α e importina-β.

Se han realizado estudios que demuestran que alteraciones en las importinas pueden estar relacionadas con cáncer. El mal funcionamiento en el transporte nuclear puede llevar a cambios tanto a nivel fisiológicos como en la ubicación de los supresores de tumores, protooncogenes y otras macromoléculas que afectan a procesos relacionados con tumores y la sensibilidad a los fármacos de células cancerosas. Los estudios de cáncer de mama han demostrado que el mal funcionamiento de las proteínas supresoras de tumores depende de la localización celular. En muchos de los tejidos de cáncer de mama la p53 se encuentra en el citoplasma en lugar del núcleo. p53 contiene señales de localización nuclear putativas (NLS) que interactúan con la importina α.

Además de sus funciones de transporte nuclear en la interfase, los receptores de transporte nuclear de carioferina también tienen funciones importantes en la mitosis y la integridad cromosómica. Por lo que alteraciones en las funciones regulares de las carioferinas pueden tener efectos sustanciales en el curso y resultado en enfermedades.

La actividad de la importina también está asociada con ciertas patologías relacionadas con la actividad de virus. Experimentos recientes han demostrado que en la infección del virus Ébola inhibe de la importación nuclear de PY-STAT1 ya que el virus evita que la importina-α entre al núcleo. Como resultado, la importina no es funcional y la proteína de carga permanece en el citoplasma lo que produce una reducción en la respuesta inmunitaria del huésped.

Por último, varios estudios han demostrado la relación entre las importinas y los procesos de gametogénesis y una posible relación con la infertilidad masculina. Como resultado, se ha demostrado que las contribuciones de las importinas al desarrollo celular no se basan solo en el movimiento de carga a través de los poros nucleares sino que también pueden tener relevancia en muchas enfermedades y patologías celulares.

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